Пролактин нг мл норма: Пролактин норма у женщин и отклонения от нормы: таблицы, проведение анализа крови

Влияние in vitro пролактина, гормона роста и соматолактина на клеточный оборот в пищеводе рыб: возможный способ противоположного осморегуляторного действия пролактина и гормона роста

1. Введение

Гормон роста, пролактин и соматолактин принадлежат к одному семейству гормонов и имеют сходную структуру у костистых рыб [1]. Кажется, что каждый из этих трех гормонов имеет противоположные или специфические функции в электролитном балансе в телеостах [2]. Телеосты в пресноводной среде сталкиваются с двумя основными проблемами: предотвращение потери ионов во внешнюю гипоосмотическую среду и предотвращение притока воды.Пролактин играет центральную роль в этих действиях во время адаптации рыбы к пресной воде, о чем свидетельствует его способность увеличивать концентрации ионов плазмы (прежде всего Na ⁺ и Cl ^— ) и уменьшать проницаемость органов осморегуляции, таких как жабра , почек и кишечника [3]. В морской воде, напротив, диффузной потере воды противодействует питьевая морская вода и активное поглощение Na ⁺ , Cl ^— и воды через желудочно-кишечный тракт, и жабр активно секретирует Na ⁺ и Cl ^— через хлоридные клетки.Гормон роста активирует эти клетки хлорида жабры с помощью переносчиков ионов (например, Na ⁺ , K ⁺ -АТФаза и Na ⁺ , K ⁺ , 2Cl ^— котранспортер), участвующих в секреции Na ⁺ и Cl ^— через разветвленный эпителий [3], и, по-видимому, стимулирует всасывание в кишечнике [4]. С другой стороны, предполагается, что соматолактин участвует в регуляции уровней кислотных оснований, кальция и фосфатов у нескольких видов [2, 3, 5-7], но роль соматолактина в кишечнике неизвестна.Хотя о наличии рецепторов этих гормонов в органах, транспортирующих ионы, сообщалось у различных видов костистых тел [8-14], а в нескольких исследованиях изучалось прямое влияние гормонов костистого тела на органы осморегуляции [5, 15-18], способы действия гормонов до сих пор неясны. В частности, не сообщалось об обратном действии in vitro гормона роста и пролактина, и имеется мало информации о клеточных и биохимических механизмах осморегуляторного действия этих гормонов.

В наших исследованиях in vivo на пищеводах у эвригалинных рыб пролактин стимулировал пролиферацию клеток в эпителии [14, 19]. Этот эффект, по-видимому, связан с усилением пролиферации клеток для многослойного эпителия для снижения проницаемости в пресной воде [20]. Мы также обнаружили, что повышенный апоптоз для простого эпителия обеспечивает высокую проницаемость в морской воде [14, 19]. Большое количество сообщений о воздействии пролактина связано с пролиферацией клеток и / или апоптозом [21].Индуцированный тиреоидными гормонами апоптоз метаморфозирующего хвоста амфибии непосредственно предотвращается пролактином и усиливается глюкокортикоидом [22]. Используя недавно разработанные методы культивирования пищевода из эвригалинной медаки Oryzias latipes , мы продемонстрировали, что кортизол непосредственно индуцирует пролиферацию клеток и апоптоз [23]. В этом исследовании мы сравнили эффекты пролактина, гормона роста и соматолактина в этой системе и обнаружили первые доказательства того, что пролактин и гормон роста оказывают противоположное действие на осморегуляторный орган in vitro .

2. Материалы и методы

2.1. Животные

Взрослые медака ( Oryzias latipes , весом 0,1-0,2 г) обоих полов содержались в закрытых резервуарах с пресной водой при 27 ± 2 ° C и ежедневно питались тетрафиновыми хлопьями (Tetra Werke, Melle, Германия) в течение более чем две недели. Осморегуляция, дифференцировка клеток хлорида жабры, гормональный статус во время адаптации к разной солености и эффекты in vivo осморегуляторных гормонов у этого вида были описаны в наших предыдущих докладах [23, 24].Рыбу подвергали воздействию 0,1% фунгицона (амфотерицин В, Invitrogen, Токио, Япония) в течение двух дней без пищи, чтобы избежать загрязнения перед выделением пищевода. Все рыбы обрабатывались, содержались и использовались в соответствии с Руководством по экспериментам на животных, установленным Университетом Окаямы в соответствии с международными стандартами по защите животных и в соответствии с национальными правилами.

2.2. Тканевая культура

Как описано ранее [23], пищеводы аккуратно разрезали вдоль длинной оси и разрезали пополам.Каждый эксплантат помещали в отдельную лунку 96-луночного культурального планшета, содержащего преинкубационную среду (MEM с солями Хэнкса, 25 мМ HEPES, 5 мг / мл BSA, 250 ед / мл пенициллина G и 250 мкг / мл стрептомицина сульфата, отрегулированные до рН 7,8 при 25 ° С). Через несколько часов среду заменяли MEM, содержащей соли Эрла, 4 мг / мл BSA, 292 мкг / мл L-глутамина, 50 ед / мл пенициллина G и 50 мкг / мл стрептомицина сульфата, доведенного до pH 7,8 при насыщении 99%. O ₂ /1% CO ₂ . Осмолярность среды доводили до 300 мОсм / кг с помощью NaCl.Экспланты случайным образом распределяли по контрольной и лечебной группам ( N = 4-6), инкубировали при 27 ° C в воздухонепроницаемой увлажненной камере и ежедневно газировали. Пролактин кета, гормон роста и соматолактин были (1, 10, 100 нг / мл) или не добавлялись в культуральную среду. Концентрации были выбраны на основе опубликованных эффективных физиологических доз [5, 15-17, 25-27], концентраций гормонов в плазме [14, 28-30] и наших предварительных исследований. Эти лососевые гормоны имеют примерно 60% аминокислотной идентичности с аналогами медака (номер доступа NCBI.или Ensemble идентификатор браузера геномной базы данных Medaka: гормон роста medaka: ENSORLP00000024332, пролактин: AAP33052, соматолактин: AAT58046; [1, 13]) и обладают высокой специфичностью к соответствующим рецепторам у рыб, в отличие от гормонов млекопитающих, которые в равной степени связываются с другими рецепторами гормонов у рыб [13, 31, 32]. Использование этих лососевых гормонов для изучения специфических физиологических ролей у многих видов костистых животных хорошо известно [25, 27, 29, 33, 34]. Вся культуральная среда заменялась свежеприготовленной средой ежедневно.Хотя иногда обнаруживалось, что экспланты хорошо прилипают к дну планшета, они обычно оставались неприкрепленными во время культивирования. Культура ткани сохраняла структурную целостность в течение 8 дней благодаря наличию интактных ядер и межклеточных границ [23]. Культивированные эксплантаты пищевода фиксировали в 4% параформальдегиде в фосфатно-солевом буфере (PBS) при 4 ° C в течение 4 часов для гистологического анализа ( N = 3-5) или быстро замораживали в жидком азоте для количественного определения апоптоза.

2.3. Анализ пролиферации клеток

. В определенные моменты времени культивированные экспланты пульсировали с помощью индикатора окисления-восстановления WST-1 (10% об. / Об., Roche, Tokyo, Japan) в течение 4 ч и развития цвета (A _{450 нм,} -A). _{(600 нм,} ) количественно определяли активность митохондриальных дегидрогеназ. Эта активность пропорциональна количеству жизнеспособных культивируемых клеток и выражается в виде индекса пролиферации клеток [35]. Результат после предварительной инкубации (в день 0) использовали для коррекции различий в исходном содержании ткани на срез пищевода, а также для количественного определения апоптоза.

2.4. Количественную оценку апоптоза

межнуклеосомальной фрагментации ДНК в пищеводе оценивали с использованием набора для определения гибели клеток ELISA (Roche, Токио, Япония) в соответствии с инструкциями производителя. В этом наборе используется количественный сэндвич-ИФА, который конкретно измеряет гистоновую область (h2, h3A, h3B, h4 и h5) моно- и олигонуклеосом [36] в телеостах [37], которые высвобождаются во время апоптоза, но не во время некроза [38 ]. После 10-минутной реакции проявление цвета (A ₄₀₅ нм-A ₄₉₂ нм) определяли количественно с использованием устройства для считывания микропланшетов MTP-300 (Corona, Ibaragi, Japan).

2.5. Иммуногистохимия ядерного антигена пролиферирующих клеток (PCNA)

Для маркировки пролиферирующих клеток в пищеводе мы использовали моноклональное антитело мыши (клон PC10; Sigma, Токио, Япония) против ядерного антигена пролиферирующих клеток (PCNA), как описано ранее для телеостов [14 , 19, 33]. В нашем предыдущем исследовании на телеосте пищевода [19] уровень иммунореактивности PCNA соответствовал поглощению [ ³ H] -тимидина. Предметные стекла погружали в 0,3% Н ₂ О ₂ в метанол при 20 ° С на 30 мин для инактивации эндогенной пероксидазной активности.После промывки в PBS срезы помещали в 5% нормальную козью сыворотку в PBS при комнатной температуре на 1 час для блокирования неспецифического связывания. Затем срезы инкубировали при 4 ° С в течение ночи с первичным антителом, разведенным 1: 100 в растворе, содержащем 0,5% тритона Х-100 и 1% BSA (Sigma, Токио, Япония) в PBS. Затем срезы промывали 3 раза в PBS, инкубировали с меченным пероксидазой вторичным козьим антимышиным антителом (Sigma, Tokyo, Japan), разведенным 1:70 в PBS, содержащем 0,5% Triton X-100 и 1% BSA при комнатной температуре в течение 1 часа. и затем разработали в течение 5 минут с использованием раствора субстрата DAB (Roche, Tokyo, Japan).Контроль, исключающий первичное антитело против PCNA, проводили и не давал иммунореактивности.

2,6 . In situ 3′-концевое мечение ДНК (TUNEL)

Ядра апоптотических клеток детектировали методом TUNEL [39] с использованием набора для обнаружения гибели клеток in situ (Roche, Токио, Япония; [14, 19, 33]). Процедура TUNEL дает результаты, которые аналогичны результатам, полученным при анализе фрагментации межнуклеосомной ДНК в пищеводе с помощью гель-электрофореза, и, по-видимому, отличает апоптоз от некроза [19].Фиксированные образцы тканей были обезвожены посредством градуированных концентраций спирта и помещены в парапласт. Срезы разрезали на 5 мкм и прикрепляли к предметным стеклам, покрытым 3-аминопропилтриэтоксисиланом. Затем срезы обрабатывали 20 мкг / мл протеиназы К (Roche, Токио, Япония) при 20 ° С в течение 30 минут, промывали в PBS на 15 минут и погружали в 0,3% Н ₂ О ₂ в метаноле при 20 ° С в течение 30 мин для инактивации эндогенной активности пероксидазы. После промывания в PBS срезы инкубировали с TdT и меченным флуоресцеином dUTP при 37 ° C в течение 1 часа в увлажненной камере.Реакция была прекращена путем переноса слайдов в PBS в течение 15 минут. Затем срезы инкубировали с меченным пероксидазой антителом против флуоресцеина при 37 ° C в течение 30 минут и затем в течение 5 минут с раствором субстрата DAB (Roche, Токио, Япония). Опущение TdT дало совершенно отрицательные результаты.

2.7. Статистический анализ

Значимость различий между средствами для клеточной пролиферации анализировали с использованием двухфакторного дисперсионного анализа с повторными измерениями (ANOVA), со временем внутри групп (после применения лечения) в качестве одного фактора и обработкой между или между группами в качестве другой фактор.Поскольку между лечением и временем наблюдалась значительная взаимосвязь, каждый раз анализировался отдельно для выявления различий между обработками с использованием соответствующего апостериорного теста. Значимость различий между средними для соотношений концентрация-ответ для апоптоза также проверяли с использованием ANOVA с последующим специальным тестом. Все данные были проверены на нормальность и равные отклонения. Там, где предположения о нормальности или равных отклонениях не были выполнены, использовались эквивалентные непараметрические критерии.Результаты были признаны значимыми для P <0,05.

3. Результаты

Влияние гормона роста, пролактина и соматолактина (1, 10 и 100 нг / мл) на пролиферацию клеток пищевода в течение 8 дней в культуре показано на рисунках 1 и 2. Добавление пролактина в дозе 10 нг / мл в культуральную среду значительно ( P <0,001) усиливает пролиферацию клеток через 4 и 8 дней (рис. 1А и 2). Значительная ( P <0,05) индукция пролиферации клеток также наблюдалась через 1 день после обработки гормоном роста 10 нг / мл.Напротив, пищевод не реагировал значительно ( P > 0,05) на лечение соматолактином в любой концентрации. Аналогичные результаты были получены из шести отдельных испытаний. Основываясь на очень значимых результатах обработки пролактина в анализах пролиферации клеток, локализацию пролиферирующих клеток исследовали в эзофагах, культивируемых в течение 8 дней с или без 10 нг / мл пролактина (фиг. 1B). В контрольных эзофагах мечение антителом против PCNA выявило несколько пролиферирующих ядер клеток в эпителии.Напротив, эзофаги, обработанные пролактином, имели много меченных PCNA ядер в эпителии, и клетки слизи в эпителии, по-видимому, были более многочисленными, чем в контрольной ткани. Не наблюдалось явной продольной регионализации эпителиальной структуры, включая локализацию пролиферирующих клеток.

Рисунок 1.

Влияние 1-100 нг / мл гормона роста (GH), пролактина (PRL) и соматолактина (SL) на пролиферацию клеток эксплантатов пищевода, культивируемых в течение 1-8 дней (A).Значения представляют собой средние значения ± SEM (N = 4-6) и выражаются в произвольных единицах, нормализованных к результатам в день 0 (начальное содержание ткани). * P <0,05, *** P <0,001 по сравнению с контролем в тот же день. Пролиферирующая клетка (темные muclei, стрелки) на основе мечения с помощью иммуноцитохимии ПЦНА в эпителии пищевода через 8 дней в культуре (B). Несколько PCNA-позитивных ядер были обнаружены в эпителии в контрольных эзофагах, тогда как многие меченые ядра появились в эпителии в эзофагах, обработанных 10 нг / мл пролактина.L: люмен Представительные результаты показаны. Шкала бар = 50 мкм.

Рисунок 2.

Влияние 10 нг / мл гормона роста (GH), пролактина (PRL) и соматолактина (SL) на пролиферацию клеток эксплантатов пищевода, культивированных в течение 1-8 дней (перерисовано с рис. 1). Значения представляют собой средние значения ± SEM (N = 4-6) и выражаются в произвольных единицах, нормализованных к результатам в день 0 (начальное содержание ткани). * P <0,05, *** P <0,001 по сравнению с контролем в тот же день.

Рисунок 3.

Влияние гормона роста (GH), пролактина (PRL) и соматолактина (SL) на апоптоз пищевода после 8 дней культивирования.Значения являются средними значениями ± SEM (N = 4-5) и выражаются в произвольных единицах, нормализованных к исходному содержанию ткани. * Р <0,05 по сравнению с контролем. Апоптоз в пищеводном эпителии, обнаруженный в анализе TUNEL через 8 дней в культуре (левые и правые вставки). Несколько TUNEL-позитивных ядер были обнаружены в эпителии контрольных эзофагов (левая вставка), тогда как многочисленные эпителированные ядра появились в эпителии эзофагов, обработанных 10 нг / мл гормона роста (правая вставка). L: люмен Представительные результаты показаны.Шкала бар = 50 мкм.

Мы исследовали влияние гормона роста, пролактина и соматолактина (1, 10 и 100 нг / мл) на апоптоз пищевода после 8 дней культивирования, поскольку было показано, что апоптоз пищевода значительно индуцируется через 5-10 дней после акклиматизации солености и гормональное лечение рыб [14, 19, 33]. Добавление гормона роста (10 нг / мл) к культуральной среде значительно вызывало апоптоз пищевода ( P, <0,05), в то время как пролактин и соматолактин не оказывали значимого эффекта ни при каких дозах (рис.3). Аналогичные результаты были получены из трех отдельных испытаний. На основании этих результатов локализацию апоптотических клеток исследовали в эзофагах, культивируемых в течение 8 дней с или без 10 нг / мл гормона роста. В контрольных культурах эзофагов было мало апоптотических клеток на основе окрашивания TUNEL фрагментов ДНК (рис. 3, левая вставка), тогда как большое количество апоптотических клеток наблюдалось в эпителии пищевода, обработанной 10 нг / мл гормона роста в течение 8 дней ( Рис. 3, правая вставка). Очевидной продольной регионализации апоптотических клеток не наблюдалось.

4. Обсуждение

Пролактин является важным гормоном для пресноводной адаптации у видов костистых, тогда как гормон роста участвует в адаптации морской воды у некоторых эвригалинных рыб [3]. В соответствии с большей проницаемостью пищевода у акклиматизированных морской водой эвригалинных рыб, чем у пресноводных акклиматизированных рыб [20], ранее мы показали, что апоптоз всего эпителия пищевода происходит для простого столбчатого эпителия в морской воде и что клеточная пролиферация индуцируется для многослойный эпителий, состоящий из многочисленных слизистых клеток, в пресной воде [14, 19].Мы также показали, что инъекция пролактина стимулирует пролиферацию клеток в эпителии пищевода [33], но ни способ, ни специфичность действия пролактина не ясны. Настоящее исследование показывает, что пищевод медака реагирует на пролактин и гормон роста после нескольких дней в культуре с индукцией пролиферации клеток и апоптоза, соответственно. Это первая демонстрация противоположных in vitro эффектов пролактина и гормона роста на осморегулирующий орган костной ткани.Концентрации пролактина и гормона роста в 10 нг / мл, необходимые для этих специфических реакций, были сходны с физиологически повышенными уровнями, наблюдаемыми в плазме нескольких костистых рыб при акклиматизации к различным соленостям [14, 29, 30]. Временной ход также сходен с таковым для пролиферации и апоптоза клеток пищевода, а также для пролактина плазмы и гормона роста у эвригалинных рыб во время акклиматизации соленостью и после гормонального лечения in vivo [14, 19, 33].Реакция in vitro на пролактин в пищеводе согласуется с локализацией пролактиновых рецепторов в пролиферирующих клетках эпителия пищевода, обнаруженной в нашем предыдущем исследовании [14]. Рецептор гормона роста также экспрессируется в желудочно-кишечном тракте рыб, что объясняет способность гормона роста воздействовать на эти органы [8, 11, 40-42]. Взятые вместе, эти результаты позволяют предположить, что осморегуляторный пищевод является одной из основных целей для действия пролактина и гормона роста при акклиматизации эвригалинных рыб к пресной воде и морской воде, соответственно.

Влияние in vitro пролактина на проницаемость эпителия жаберной форели [16, 43] также может быть связано с прямой стимуляцией пролиферации клеток пролактином, как предложено выше для пищевода с медакой. Было также показано, что пролактин вызывает пролиферацию клеток у эксплантов тощей кишки у эмбриональных крыс [44], и несколько исследований показали прямое влияние пролактина на пролиферацию клеток у позвоночных [21]. В телеостах пролактин индуцирует пролиферативные ответы в культивируемых лейкоцитах лососевых [25, 26] и способствует остеобластной активности у чешуек золотых рыб in vitro [27].Однако эпителий, по-видимому, является основной мишенью, как в человеческих кератиноцитах и ​​эпителиальных клетках предстательной железы [3, 45, 46], и вполне вероятно, что основной функцией пролактина при осморегуляции телеоста является прямая стимуляция пролиферации клеток при осморегуляторной эпителии. С другой стороны, было показано, что пролактин стимулирует апоптоз в сперматогонии тритона и лютеиновой ткани крысы [47, 48]. Кроме того, мы предположили, что ингибирующее действие пролактина на остеокластическую активность у чешуек золотых рыб частично обусловлено апоптозом остеокластов [27].Дальнейшие исследования внутриклеточного сигнального пути позволят выяснить, как пролактин регулирует обмен этих клеток. В любом случае, одной из основных функций пролактина может быть контроль над клеточной пролиферацией / апоптозом. Действительно, рецепторы пролактина относятся к большому суперсемейству «цитокиновых» рецепторов класса 1.

Имеется несколько сообщений о действии in vitro действия гормона роста на органы осморегуляции телеоста, хотя гормон роста, по-видимому, является важным гормоном для адаптации морской воды.Описаны прямые регуляторные роли гормона роста на жабре Na ⁺ , K ⁺ -АТФаза и белок теплового шока 70 у окуня и морского леща серебра [15, 17, 18]. Наш эксперимент выявил прямое влияние гормона роста на обмен клеток пищевода. Индукция пролиферации клеток наблюдалась через 1 день после добавления 10 нг / мл гормона роста, тогда как эпителиальный апоптоз стимулировался через 8 дней. Прямое действие гормона роста на пролиферацию клеток может происходить через локально продуцируемый инсулиноподобный фактор роста I (IGF-I), поскольку предполагается, что IGF-I опосредует прямое пролиферативное действие гормона роста в желудочно-кишечном тракте млекопитающих [49, 50 ].С другой стороны, стимуляция апоптоза при длительном воздействии гормона роста противоречит общепризнанной защитной роли оси гормон роста / IGF-I против гибели клеток [51]. Однако увеличение апоптоза миоцитов связано с высоким уровнем гормона роста у пациентов с акромегалией [52] и у 9-месячных трансгенных мышей со сверхэкспрессией гормона роста [53]. Кроме того, ко-лосось, имплантированный с гормоном роста в течение 2 недель, показал стимулированное Na-зависимое поглощение пролина в кишечнике [4], что может отражать повышенную проницаемость апоптотического кишечного эпителия в морской воде.

При 100 нг / мл пролактина или гормона роста вышеуказанные существенные эффекты на обмен пищеводных клеток исчезли. Очень высокие дозы этих гормонов могут также активировать рецепторы других гормонов даже в гомологичных системах. Сообщается, что пролактин может связываться с рецептором гормона роста при тилапии ( Oreochromis mossambicus ) [54], и что гормон роста обладает способностью связываться с рецептором соматолактина у лосося ( Oncorhynchus masou ) [13]. Кроме того, наши результаты также могут быть связаны с функциональным различием множественных изоформ рецептора пролактина у костистых рыб [55].Эти рецепторы обладают различной чувствительностью к пролактину и могут иметь различные физиологические функции, как описано выше [27, 49, 50, 55-57].

В нашем предыдущем исследовании с использованием этой системы культивирования пищевода низкие уровни кортизола стимулируют апоптоз эпителия через глюкокортикоидные рецепторы в морской воде, тогда как высокие уровни кортизола вызывают пролиферацию эпителиальных клеток также через рецепторы глюкокортикоидов в пресной воде [23]. Взаимодействия пролактина / гормона роста с глюкокортикоидом могут играть важную роль в клеточном обмене при осморегуляционном пищеводном эпителии во время акклиматизации к различным соленостям.Предполагается, что в жабре кортизол способствует дифференцировке ион-секреторной хлоридной клетки (в форме морской воды) с гормоном роста, а также ускоряет дифференцировку ион-поглощающей хлоридной клетки (пресноводной формы) путем взаимодействия с пролактином [3, 58]. В метаморфозе амфибии, с другой стороны, гормоны щитовидной железы с глюкокортикоидной передачей сигналов вызывают апоптоз в регрессии хвоста головастика, тогда как пролактин предотвращает этот апоптоз [22] (Fig. 4B). Хотя апоптоз глюкокортикоидами, по-видимому, сохраняется у всех позвоночных, гормон щитовидной железы не оказывает значительного влияния на пролиферацию пищевода или апоптоз у эвригалинных рыб [33].Поэтому мы предполагаем, что гормоны щитовидной железы участвуют только в необратимых метаморфозах и / или процессах развития.

Рисунок 4.

Суммарное представление эпителиальной дифференцировки в пищеводе эвригалинной костной ткани при адаптации к различным соленостям. Во время адаптации к пресной воде (FW) передача сигналов глюкокортикоидами (рецептор кортизол-глюкокортикоидов) и пролактина (PRL) стимулирует пролиферацию эпителиальных клеток для многослойного эпителия, что приводит к низкой проницаемости.Во время адаптации морской воды (SW), гормон роста (GH) и глюкокортикоидные сигналы вызывают эпителиальный апоптоз для простого эпителия с высокой проницаемостью (A). При метаморфозе земноводных гормоны щитовидной железы с глюкокортикоидной передачей сигналов индуцируют апоптоз в хвосте головастика, тогда как пролактин ингибирует апоптоз, вызванный гормонами щитовидной железы при регрессии хвоста головастика (B).

5. Выводы

Наше исследование in vitro в эзофаге medaka показывает, что пролактин непосредственно вызывает пролиферацию эпителиальных клеток для многослойного эпителия, и этот ответ, по-видимому, важен в процессе адаптации к пресной воде.Кроме того, гормон роста напрямую стимулирует апоптоз простого эпителия и, по-видимому, является ключевым фактором в акклиматизации морской воды (рис. 4А). Чтобы прояснить механизм действия пролактина / гормона роста при осморегуляции, необходимы будущие исследования с использованием молекулярных инструментов для изучения взаимосвязи между пролиферирующими / апоптотическими клетками пищевода и важными паттернами экспрессии генов / белков (например, рецепторов пролактина / гормона роста, IGF-I и IGF-I-рецептор, а также транспортеры / насосы и межклеточные соединения, такие как Na ⁺ , K ⁺ , ATPase, Na ⁺ , K ⁺ , 2Cl ^— , котранспортер, аквапорины., узкие соединения, щелевые соединения и клаудины. Также необходимо провести дополнительное исследование, чтобы определить, характерен ли апоптоз, вызванный гормоном роста в пищеводе медака, для других видов.

Благодарность

Это исследование было частично поддержано грантами для TS (Гранты в помощи для научных исследований (C) № 17570049, 19570057 и от JSPS) и HT (Исследовательские стипендии JSPS для молодых ученых № 192156 и 214892).